Ergibt die Anamnese Hinweise auf eine Zeckenexposition, lebt das Tier in einem Borrelien-Endemiegebiet und weisen klinische Symptome auf eine Infektion mit dem Erreger hin, stehen der Tierärztin/dem Tierarzt heute mit ELISA, Western-Blot und PCR moderne Nachweisverfahren zur Verfügung, um dem Kontakt mit dem Erreger auf den Grund zu gehen.
Quantitative Antikörper-Bestimmung im Serum via ELISA
Mittels eines ELISA-Tests können Antikörper (AK) gegen Borrelia-Antigene drei bis fünf Wochen nach einer möglichen Infektion quantitativ nachgewiesen werden (Titerhöhe). Ein positives Ergebnis dieses Verfahrens bestätigt jedoch lediglich, dass das Tier Kontakt mit Borrelien hatte. Zu diesem Zeitpunkt ist nicht erwiesen, dass vorliegende Symptome des Tiers auf eine tatsächliche Infektion mit den Erregern zurückzuführen sind.
Durch den Nachweis von gegen Borrelien gerichtete IgM-AK als auch IgG-AK im Serum lässt sich der Zeitpunkt der Infektion grob abschätzen. Etwa zwei bis drei Wochen post infektionem (p.i.) treten IgM-AK auf, IgG-AK lassen sich vier bis sechs Wochen p.i. nachweisen. Dabei ist zu berücksichtigen, dass IgG-Titer häufig sehr lange auf hohem Niveau verweilen, während IgM-Titer in der Regel innerhalb einiger Wochen bis Monate auf ein Normalmaß absinken. Kommt es zu einer Reinfektion, steigen sowohl IgM- als auch IgG-Antikörper erneut an. Ein IgM-Titer lässt demnach nicht ausschließlich auf eine Früh- bzw. Erstinfektion schließen. Haben Tiere eine Impfung gegen Borrelien erhalten, verhindern zudem Impf-AK eine eindeutige Interpretation des Ergebnisses.
Diagnose-Bestätigung mittels Western-Blot
Mittels serologischer Untersuchung kann auf einen Kontakt mit Borrelien geschlossen werden. Hierzu stehen kommerzielle ELISA-Tests oder auch in der Praxis anwendbare SNA-Tests zur Verfügung. In einem nächsten Schritt sollten grenzwertige oder positive Ergebnisse mithilfe eines Immunoblots (Western-Blot) oder C6-Snap-Tests bestätigt werden. Mit diesen Verfahren lassen sich Borrelien-spezifische Antikörper mittels des C6-Peptids, einem Bestandteil des VIsE-Proteins von B. burgdorferi, nachweisen. Die Methode birgt den Vorteil, dass das Antigen nicht mit Impf-Antikörpern beziehungsweise mit Antikörpern gegen andere Spirochäten-Gattungen, beispielsweise Leptospira, kreuzreagiert. Spezifische C6-AK gelten als robuste Marker einer Borrelien-Infektion und lassen sich bereits 21 bis 35 Tage p.i. nachweisen. In unbehandelten Tieren persistieren C6-AK mindestens für zwölf Monate. Ein positives Test-Ergebnis bietet die Grundlage für eine mögliche Borreliose-Therapie und mittels quantitativen C6-ELISA lässt sich auch der Therapieerfolg überprüfen.
Eine PCR ermöglicht den direkten Erreger-Nachweis
Der direkte Nachweis von Borrelien mittels PCR gilt nach wie vor als zuverlässigste Methode, um die Verdachtsdiagnose Borreliose zu bestätigen. Vor allem die Haut sowie die Gelenke sind bevorzugte Zielorgane des Erregers, aber auch ZNS, Nieren und das Herz zählen zu den häufig betroffenen Organen. Für den Nachweis spezifischer Borrelien-DNA wird entsprechendes Untersuchungsmaterial wie zum Beispiel Liquor, Synovialmembran oder Haut benötigt. Bei Tieren, die eine typische klinische Symptomatik zeigen, ist ein positiver PCR-Befund im Gegensatz zu einem positiven AK-Titer als direkter Beweis für eine Infektion mit Borrelien zu betrachten.
„Stufendiagnostik“ zielführend
Um einen Verdacht einer möglichen Borrelien-Infektion bei Hund und Katze zu sichern, hat sich die sogenannte „Stufendiagnostik“ als zielführend erwiesen. So ermöglicht ein erstes Screening mittels ELISA die quantitative Bestimmung der Antikörper (Titerhöhe). Da Immunoblotverfahren rein qualitative Aussagen zur Spezifität der Borrelien-AK geben, dienen entsprechende Untersuchungen dazu, grenzwertige und positive Ergebnisse zu verifizieren. PCR-Untersuchungen ermöglichen in einem letzten Schritt den direkten Erregernachweis und bieten eine gesicherte Diagnose der Borreliose.
Herr Professor Dr. Georg von Samson-Himmelstjerna ist Direktor des Instituts für Parasitologie und Tropenveterinärmedizin der tierärztlichen Fakultät der FU Berlin. Zudem ist er Mitglied und erster Vorsitzender der unabhängigen Expertenorganisation ESCCAP (European Scientific Counsel Companion Animal Parasites).
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Pressemitteilung von ESCCAP Deutschland e.V., 12. November 2020
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